Genetische Grundlagen der Resistenz
Horizontaler Gentransfer im Boden
Mechanismen der Rekombination und Transposition
Antibiotikaresistenzmechanismen
R-Plasmide mit gekoppelter Sulfonamid- und Streptomycin-Resistenz
Ausbreitung von Antibiotikaresistenzgenen über Transposons der Klasse II
Über 8000 verschiedene Antibiotika sind bekannt. Jedes Jahr werden Hunderte neu entdeckt von denen jedoch nur wenige in der Humanmedizin Anwendung finden. Mehr als 100000 t Antibiotika werden pro Jahr hergestellt [Brock T.B., 1994], das entspricht ca. 50 mg pro Erdbewohner. Durch den Einsatz der Antibiotika sowohl in der medizinischen Therapie, als auch in der Tierzucht als Futterzusatz wird ein großer Selektionsdruck auf die mit Mensch und Tier in Kontakt stehende bakterielle Flora erzeugt. Dieser Selektionsdruck verhilft neuen Merkmalen zum Durchbruch, so den Resistenzeigenschaften gegen viele, in breiter Verwendung stehende Antbiotika. Antibiotikaresistenz von Mikroorganismen ist ein seit Beginn der Chemotherapie zu beobachtendes Phänomen. Erste Beobachtungen von Erregerresistenzen gegen Chemotherapeutika sind so alt wie die Chemotherapie an sich. 1907 beschrieb Paul Ehrlich die trypanozide Wirkung von p-Rosanilin und noch im selben Jahr fanden seine Mitarbeiter das Auftreten von Resistenz gegen dieses Präparat [Wagner W.-H., 1978]. Aber nicht nur im Reich Protozoa findet man Resistenzen. Besonders bei Bakterien haben sich Resistenzen bis heute rapide weiterentwickelt und gipfeln im Erscheinen von multiresistenten M. tuberculosis-Stämmen, die selbst mit einer Kombination verschiedener Antibiotika nicht mehr in allen Fällen wirkungsvoll bekämpft werden können [Snider, D.E. u. Roper W.L., 1992]. Antibiotikaresistenzen stellen jedoch nur einen kleinen Ausschnitt der genetischen Variabilität von Bakterien dar. Letztere scheinen vielmehr in der Lage zu sein, sich innerhalb kürzester Zeit an verschiedenste Xenobiotika adaptieren zu können [Brock T.D., 1994]. Diese Arbeit beschäftigt sich mit der Resistenz von natürlichen Bodenbakterienpopulationen gegenüber Antibiotika, namentlich Sulfonamiden und Streptomycinen. Im Gegensatz zu den gut untersuchten Antibiotikaresistenz-Mechanismen und -Genen pathogener Keime, ist über dieses Gebiet wenig bekannt. Ebenso über die Herkunft der Antbiotikaresistenzen. Ihr Ursprung wird in antibiotikaproduzierenden Bodenmikroorganismen, wie den Actinomyceten und Pilzen vermutet [Beneviste u. Davies, 1973; Thompson u. Gray, 1983]. Es scheint gesichert, daß horizontaler Gentransfer in diesem Zusammenhang eine entscheidende Rolle spielt [Schmidt F. u. Henschke R., 1990]. Die Art und Weise der genetischen Kommunikation von Bodenmikroorganismen ist jedoch noch weithin unverstanden. Viele Antibiotikaresistenzen hingegen sind in ihren physiologischen und biochemischen Mechanismen bekannt und werden im Folgenden dargestellt.
Die Entdeckung nutzbarer Antibiotika wie die des Penicillins [Flemig A., 1929], einem ß-Lactam-Antibiotikum, oder des Prontosils [Domagk, G., 1935], einem Sulfonamid, sowie die Einführung dieser und anderer Antibiotika in die medizinische Therapie führte zu einem noch nie dagewesenen Erfolg bei der Behandlung bakterieller Infektionen und Krankheiten. Bisher tödlich verlaufende Infektionen wie Scharlach, Thyphus oder Tuberkulose konnten innerhalb kürzester Zeit ausgeheilt werden. Doch der in den 30er Jahren beginnende Einsatz von Sulfonamiden gegen Gonorrhö führte bereits gegen Ende der 40er Jahre zu einer Resistenz von mehr als 80% der Stämme von Neisseria gonorrhoeae, so daß damals an einer wirksamen Chemotherapie dieser Infektion gezweifelt wurde. Das nach Kriegsende eingeführte Penicillin setzte diesem Zweifel ein Ende [Wagner W.-H., 1978], jedoch stellte sich auch hier wieder Resistenz ein. Bei Staphylococcus aureus waren 1946 14%, 1947 38% und 1949 59% der klinischen Isolate Penicillin-resistent [Schumann W., 1990]. Die Reihe läßt sich beliebig weiterführen. Anhand dieser Beispiele läßt sich zum einen feststellen, daß es unter selektiven Umweltbedingungen zu einer schnellen Ausbreitung von genetischer Information kommt, zum anderen zeigen sich ganz klar die Probleme einer Monotherapie bzw. der unkontrollierten Anwendung von Antibiotika. "Der Einführung einer jeden antibakteriell wirkenden Substanz folgt die Entwicklung resistenter Mikroorganismen wie ein Schatten" [Wiedemann B., 1974]. Die Entwicklung von Resistenzen, insbesondere die von gehäuft auftretenden Mehrfachresistenzen, hatte zur Folge, daß manche Bakterien chemotherapeutisch unzugänglich wurden [Wiedemann B., 1974]. Damit eine wirksame Chemotherapie möglich blieb, war es unumgänglich, sich mit den genetischen und biochemischen Grundlagen dieser Resistenzmechanismen, sowie deren Verbreitung zu beschäftigen.
Das Auftreten von vier gleichen Resistenzen bei unterschiedlichen Spezies wurde in Japan bei Eschericha coli und Shigella dysenteriae beobachtet. Dieses Phänomen führte T. Akiba und K. Ochiai zu der Vermutung, daß eine Übertragung der Gene von einer Spezies zur anderen mittels eines infektiösen genetischen Elements erfolgt war und nicht die Folge separater Mutationen in einer Spezies ist. 1957 konnte das erste konjugative R-Plasmid in Japan nachgewiesen werden. Es wurde außerdem der Beweis erbracht, daß die vier Resistenzen mittels eines Plasmides übertragen werden konnten [ Ochiai et al., 1959; Akiba et al., 1960; Watanabe T., 1963 ]. Inzwischen wurden solche R-Plasmide bei allen Gram-negativen und -positiven Spezies nachgewiesen, die für Mensch und Tier pathogen sind [Schumann W., 1990]. Die Plasmide spielen beim Gentransfer, im Speziellen bei der Ausbreitung von Antibiotikaresistenzen, die zentrale Rolle.
Plasmide sind extrachromosomale, sich autonom duplizierende, zirkuläre, doppelsträngige DNA -Moleküle. Sie sind in der Lage, ihre eigene Kopienzahl zu kontrollieren. R-Plasmide vermitteln Resistenzen gegenüber Antbiotika und/oder Schwermetallen. Sie sind gewöhnlich konjugativ oder mobilisierbar [Schlegel H.G., 1992]. Das heißt sie verfügen über Transfergene (tra) oder Mobilisierungsgene (mob) und eine intakte nic/bom-Stelle. Die tra-Gene, die auch als Resistenztransferfaktor (RTF) bezeichnet werden, veranlassen ihre Wirtszelle dazu, einen Konjugationsapparat auszubilden, um physischen Kontakt zu einer anderen Zelle auszubilden. Hierbei kommt es dann zur Übertragung der DNA des Plasmides, welches für die tra-Gene codiert. Darüber hinaus können weitere Plasmide, sofern sie mobilisierbar sind (d. h. eine nic/bom-Stelle tragen) ebenfalls mitübertragen werden. Dies geschieht jedoch nur, wenn mob-Proteine in der Zelle vorhanden sind. Es muß also irgendein Plasmid in der Zelle für mob-Proteine codieren. Durch diese Mobilisierungsproteine, die an der nic/bom-Stelle binden, kommt es zum Strangbruch in der Plasmid-DNA und damit ebenfalls zu einer Übertragung der mobilisierbaren Plasmide nach dem "Rolling-Circle-Mechanismus" [Novick R., 1980; Ibelgaufts H., 1993]. Die nic/bom-Stelle fungiert hier also als oriT. Die Möglichkeiten der Übertragung von DNA durch Konjugation sind vielfach dokumentiert [Lorenz, M., 1991].
Es kommen jedoch noch weitere Mechanismen des Gentransfers in Frage: Teilstücke des Bakteriengenoms sowie von Plasmiden können durch von Phagen vermittelte Transduktion übertragen werden. Hierbei muß man zwischen unspezifischer ("generalized") und spezifischer Transduktion unterscheiden. Bei der unspezifischen Transduktion wird DNA der Wirtszelle entweder zusätzlich oder anstelle des Phagengenoms in den Viruspartikel verpackt. Bei einigen transduzierenden Phagen kann so DNA in einer Größeordnung von ca. 100 kb übertragen werden. Dies entspricht ca 2,5 % des Genoms von E. coli, in einigen Fällen (PBS1) bis zu 8 %. Es können also ganze Gruppen von Genen übertragen werden [Singer M., Berg P., 1992]. Bei einigen Bakteriophagen, wie z. B. Mu, erfolgt die Transduktion des Phagengenoms stets zusammen mit 1-2 kb Wirts-DNA und wird an beliebiger Stelle (Mutator Phage) ins Bakteriengenom inseriert [Brock T.D. et al., 1994]. Bei der speziellen Transduktion werden ebenfalls Abschnitte des Wirtsgenoms mitübertragen, jedoch mit dem Zweck einer homologen Inserierung der Phagen-DNA in das Wirtsgenom. In diesem Fall kann der Austausch eines defekten mit einem funktionstüchtigen Gen erfolgen. Als weitere Möglichkeit des Gentransfers sei der am längsten bekannte, von Griffith 1928 entdeckte Mechanismus der Transformation nackter DNA genannt. Um nackte DNA aufzunehmen zu können, müssen Zellen kompetent sein, dies erhöht die Wahrscheinlichkeit einer Aufnahme um den Faktor drei. Kompetenz ist abhängig vom physiologischen Zustand der Zellen und der Wachstumsphase. Bakterien besitzen zu diesem Zeitpunkt eine veränderte Zelloberfläche, sie ist porös. Außerdem wird die Aktivität bestimmter Enzyme benötigt, einmal zur Aufnahme der DNA , zum anderen zum Prozessieren der DNA . Kompetenzspezifische Proteine sind bestimmte zellwandgebundene DNA-Bindungsproteine, zellwandauflösende Autolysine sowie verschiedene Nukleasen. Es ist von der Bakteriengattung abhängig, ob die DNA als Einzelstrang oder als Doppelstrang aufgenommen wird, ebenso wie lang das aufgenommene DNA-Fragment ist. Bei entsprechender Homologie kann die DNA durch den Mechanismus der generellen Rekombination (RecA-System) in das Genom integriert werden.
Die oben beschriebenen Mechanismen des Gentransfers wurden in Ökosystemen wie dem Intestinaltrakt oder in vitro zahlreich erforscht und nachgewiesen. Für terrestrische oder aquatische Ökosysteme liegen weitaus weniger Untersuchungen vor. Dies liegt zum einen an der relativen Seltenheit der oben beschriebenen Phänomene, zum anderen an dem Problem des Nachweises. Viele Laborstämme verhalten sich im Boden vollkommen anders als im Labor, gleiches gilt für Bodenbakterien unter Laborbedingungen. Boden stellt ein sehr komplexes, undefiniertes und inhomogenes Ökosystem dar. Um ein definiertes Bodensystem zu erhalten, wird deswegen häufig mit Bodensäulen gearbeitet. Nackte DNA hat im terrestrischen Ökosystemen eine lange Halbwertszeit und kommt in relativ hoher Konzentration vor [Schmidt F., 1991]. Quellen für frei im Boden vorkommende DNA sind entweder tote, lysierte Zellen, wachsende Zellaggregate oder Zellen, welche für ein aktives Ausbringen von DNA sorgen. Bilden z. B. Streptomyceten ihr Luftmyzel aus, so lysieren ihre vegetativen Hyphen, um Nährstoffe freizusetzen. Hierbei setzten sie DNA frei [Charter K. Et al., 1988]. Bacillus subtilis ist in der Lage, aktiv intakte Plasmide und chromosomale DNA in seine Umwelt zu entlassen [ Lorenz M. et al., 1991]. Romanowski et al. wiesen bei verschiedenen Bodentypen mittels PCR nach, daß ausgebrachte DNA über Monate persistiert. Transformationsaktivität konnte noch nach 60 Tagen nachgewiesen werden [Romanowski G. et al., 1993]. Des weiteren konnte gezeigt werden, daß DNA an Tonminerale, bzw. an Quarz gebunden 100 bis 1000fach resistenter gegen DNAse I war als in freier Lösung [Romanovski G., Lorenz M. u. Wackernagel W., 1991, 1993, 1994; Lorenz M. u. Wackernagel W., 1987, 1990]. In situ-Untersuchungen zur Bedeutung der Transformation sind gerade in letzter Zeit erfolgt [s.u.]. Es zeigte sich, daß dieses Phänomen bei allen Gruppen einschließlich der Archaebakterien auftritt und so schon früh die Phylogenie beeinflußt haben könnte. Lorenz und Wackernagel sehen hierin einen großen Einfluß auf die bakterielle Populationsdynamik, Evolution und Speziesbildung [Lorenz M. u. Wackernagel W., 1994]. Steward und Carlson sowie Redfield sehen für die Transformation einen weiteren Grund, nämlich die Aufnahme von DNA als Quelle für Stickstoff, Kohlenstoff und Energie [Steward G. u. Carlson C., 1986; Redfield R., 1993]. Die Transformationfrequenz von im Boden befindlicher DNA wurde als teilweise um den Faktor 20-25 höher als unter Laborbedingungen beschrieben [Lorenz et al., 1988; Graham J. u. Istock C., 1978]. Nicht nur die Transformation von DNA-Fragmenten, sondern auch die ganzer Plasmide wurde bei Acinetobacter caloaceticus beschrieben [Lorenz M. et al., 1992]. Transformation ist am horizontalen Gentransfer weitaus häufiger beteiligt als bisher angenommen [Wassenaar T. et al., 1995; Fernandez-Herrero L. et al., 1995; Kosovich P. u. Prozorov A., 1990; Lorenz M. et al., 1992]. Die Rolle von Bakteriophagen für den horizontalen Gentransfer im Boden einzuschätzen ist aufgrund der wenigen in situ-Daten schlecht möglich. Es liegen Beweise für Transfektion bei blattbesiedelnden Pseudomonaden vor [Kidambi S. et al., 1994]. Von Interesse ist in diesem Zusammenhang jedoch, daß lysogene Bakterien die Fähigkeit zur Transformation verlieren können [Moynet D. u. Tiraby J., 1980], was mit Sicherheit Einfluß auf den Gentransfer hat.
Die Übertragung von Plasmiden mittels Konjugation im Boden ist ebenfalls beschrieben [Henschke R. U. Schmidt F., 1989; Klingmüller W. Et al., 1990; Neilson J. Et al.1994]. Dieser Mechanismus der Genübertragung findet im natürlichen Umfeld weit häufiger statt, als es Laborergebnisse vermuten ließen. [Kellenberger E., 1994]. Bei der Übertragung von Plasmiden bzw. DNA stellen Gattungsgrenzen prinzipiell kein Hindernis dar. Selbst der Transfer von Gram-positiven zu Gram-negativen Bakterien und umgekehrt ist gesichert [Gormley E. u. Davis J. 1991; Courvalin P., 1994]. Die natürliche Schranke für den horizontalen Gentransfer besteht vielmehr in der Existenz eines von Donor und Rezipient geteilten Ökosystems, sowie der Expression und der Etablierung der übertragenen Gene beim Rezipienten. Die Grenze des horizontalen Gentransfers ist primär in der Struktur übertragener Gene, besonders denen der primären Promotorstrukturen, dem Codongebrauch und der Basenzusammensetzung des offenen Leserahmens relativ zu dem des Wirtsgenoms zu sehen. Salopp formuliert könnte man sagen: "Die Gene sind willig, aber das Soma ist schwach.".
Bakterien sind in der Lage, zusätzliche genetische Information durch Aufnahme fremder DNA zu erwerben. An die oben beschriebenen Transportvorgänge schließt sich in der Empfängerzelle die DNA-Rekombination an. Auch Plasmide unterliegen der Rekombination, was sich beispielhaft an der Entstehung von R-Plasmiden mit ihren Mehrfachresistenzen manifestiert. Man unterscheidet grundsätzlich zwischen drei Arten der Rekombination: generelle, sequenzspezifische und illegitime Rekombination. Bei der generellen Rekombination wird DNA, welche über eine längere Strecke eine große Homologie zu einer anderen aufweist, an diesen homologen Abschnitten neu gepaart. Als ein mögliches Resultat dieses Vorgangs kann nur ein Einzelstrang der DNA-Doppelstränge ausgetauscht sein. Dies kann schon zu einer Mutation führen, da die Homologie nicht 100%ig sein muß. Der interessantere Fall ist jedoch der Austausch eines Doppelstranges. So erfolgt eine neue Kombination von Genen im Genom oder auf einem Plasmid. Diese Rekombination beruht auf dem RecA-System der Zelle, welches in der Lage ist, generelle Homologie in Nucleotidsequenzen zu erkennen. Da dieses System ebenfalls für die Reparatur von DNA, wie z.B. Strangbrüchen, zuständig ist, erklärt sich die Notwendigkeit der Unspezifität dieses Systems. Sequenzspezifische Rekombination erfordert wesentlich kürzere, aber spezifische Erkennungsequenzen. Sie erfolgt an einer bestimmten Stelle. So inseriert der Phage bei E. coli in der Regel zwischen die Gene gal und bio. Hier hat das Phagen- mit dem Bakterien-Genom eine Sequenzhomologie, die zum Einbau des Phagengenoms genutzt wird. Das RecA-System wird bei dieser Art der Rekombination um bestimmte Komponenten ergänzt oder ist nicht beteiligt. Von illegitimer Rekombination spricht man, wenn weder Erkennungssequenzen noch das RecA-System für die Insertion von DNA benötigt wird. Dies ist bei einigen Bakteriophagen (Mu), Insertionsequenzen (IS), Integrons (In) und Transposons (Tn) der Fall. Diese beweglichen genetischen Elemente rekombinieren alle mittels Transposition. Transposition meint das Ausschneiden-und-wieder-einfügen mittels eines rekombinationsähnlichen Mechanismus, bei dem Nucleotidsequenz-Homologien eine untergeordnete Rolle spielen. Die Transposition kann replikativ oder nichtreplikativ erfolgen. IS-Elemente haben eine Größe von ca 0,8 - 1,8 kb. An ihren Enden besitzen sie invertierte Sequenzwiederholungen von 10-40 bp (inverted repeats), welche als Erkennungssequenz für die eigenen Transpositions-Enzyme benötigt werden. Außer diesen Sequenzen codieren IS-Elemente nur für die Transpositionsgene und die zugehörigen Regulationssignale. Dies erfolgt in sehr kompakter Form mit mehreren, ineinander liegenden offenen Leserahmen, oder in "anti-sense" Orientierung [Schmitt R., 1986]. Ein charakteristisches Merkmal ist eine Zielstellenverdoppelung, die während der Insertion erfolgt. IS-Elemente transponieren in einer Frequenz von 10-2 - 10-7. Im Genom von E. coli wurden bis zu 10 Kopien dieser Elemente gefunden. Transposition hat nicht nur Auswirkungen auf die Codierungs- oder Regulationssequenzen an der Zielstelle, sondern auch auf die benachbarten Genomabschnitte. Abschnitte, die zwischen einem Paar rekombinierenden IS-Elementen liegen, können invertiert, deletiert, inseriert und verdoppelt werden. Deletionen oder Inversionen finden in diesem Bereich um den Faktor 2-3 häufiger statt. Außerdem können Promotorelemente im IS-Element selbst die Expression von benachbarten Gene bewirken [Schmitt R., 1986; Cohen S., 1976]. Transposons enthalten im Gegensatz zu IS-Elementen nicht nur die Information für ihre Übertragung sondern noch zusätzliche Gene. Dies können z. B. Antibiotika- oder Schwermetall-resistenzen sein. Manche Transposons sind von IS-Elementen eingerahmt. In diesem Fällen codieren die IS-Elemente für den Transpositionsapparat. Transposons mit einem solchen Aufbau werden als Klasse I zusammengefaßt. Transposons der Klasse II hingegen besitzen nur kurze, umgekehrte Sequenzwiederholungen (inverted repeats) von 35- 140 bp. In diesem Fall wird der Transpositionsapparat von dem Transposon selbst codiert. Beide Klassen unterscheiden sich in der Art der Transposition. Klasse I Transposons wie z.B. Tn5 oder Tn10 transponieren nichtreplikativ. Klasse II Transposons wie Tn3, Tn501 oder Tn21 werden erst repliziert und anschließend wird eines der Replikationsprodukte auf das Empfängergenom übertragen. Transposons sind in der Lage, Antibiotikaresistenzen "aufzupicken" und zu exprimieren. Bestimmte Stellen des Transposons (Hot Spots of recombination) scheinen für die Aufnahme immer neuer Gene und deren Organisation in sogenannten Genkassetten verantwortlich zu sein. Übertragung von Mehrfachresistenzen durch Transposons ist üblich [ Schmidt F., 1984; Schmitt R., 1986]. Eine erst seit kurzem bekannte Gruppe von beweglichen genetischen Elementen stellen die Integrons dar. Nach jüngsten Untersuchungen handelt es sich um defekte Transposonderivate. Eine gemeinsame Eigenschaft der Integrons ist ihr konserviertes 5'-Ende (5´CS = conserved segment). Dieses Ende codiert für zwei zum variablen Mittelteil gerichtete Promotoren und eine sequenzspezifische Rekombinase. Sie ist verantwortlich für das Integrieren von Antibiotikaresistenzgenen in Form von transposongleichen Genkassetten in den variablen Mittelteil des Integrons. Das 3'-Ende enthält in der Regel ein Sulfonamidresistenzgen (sulI) sowie eins, das Resistenz gegenüber Ethidiumbromid verleiht (qac E1). Sie haben keine oder nur Teile (z. B. tniA aus Tn21) von Transpositionsfunktionen. Integrons wurden bis jetzt als Bestandteile von Transposons der Tn21-Familie oder unabhängig auf verschiedenen Gruppen von Plasmiden mit weitem Wirtsbereich gefunden [Hall et al., 1989, 1992, 1994, 1995; Lévesque C. et al., 1995; Brown et al., 1996].
Die verglichen mit eukaryontischen Zellen sehr kurze Generationszeit und der Vorgang der Transposition in Verbindung mit Konjugation und Transformation bieten eine Erklärung für die schnelle genetische Anpassungsfähigkeit von Bakterien, gerade auch im Hinblick auf die schnelle Ausbreitung von Antibiotikaresistenzen.
Es gibt vier verschiedene Resistenzmechanismen, deren Prinzip hier kurz erläutert werden soll.
1.) Blockierung der Aufnahme: Durch eine Permeabilitätsänderung wird die Penetration des Chemotherapeutikums ins Zellinnere unterbunden. Der Akkumulierung von Antibiotika kann ebenfalls durch aktiven Transport aus der Zelle mittels Membranproteinen begegnet werden. Aufgrund dieser Mechanismen wird Resistenz gegenüber Tetracyclin, Chloramphenicol und Aminoglycosiden erreicht [Davies J. u. Smith D., 1978].
2.) Modifikation des Zielortes: Die Resistenz von Gram-positiven Stämmen gegenüber Antbiotika der MLS-Gruppe basiert auf den Vorhandensein einer Methylase, welche Adeninreste der 23S-rRNA spezifisch dimethyliert. So wird die Bindung von Antibiotika an die Ribosomenuntereinheit unterbunden [Davies J. u. Smith D., 1978].
3.) Substitution empfindlicher Enzyme : Die Resistenz gegenüber einigen Antibiotika wie z.B. Sulfonamiden beruht auf der Fähigkeit der Zelle, chemotherapeutisch empfindliche Enzyme durch unempfindliche zu ersetzten [Wise E. Abou-Donia M., 1975].
4.) Inaktivierung der Antibiotika: Viele Bakterien erlangen Resistenz gegenüber ß-Lactam-Antibiotika, wie z.B. Penicillinen, durch deren hydrolytische Spaltung am ß-Lactamring [Datta N. et al., 1965]
Eine weitere Möglichkeit der Inaktivierung von Antibiotika besteht in deren Modifizierung. Dies geschieht bei den Aminoglycosid- Antibiotika. Durch Transferasen können diese in ihren funktionellen Gruppen modifiziert werden, so daß sie wirkungslos werden [Davies J. u. Smith D., 1978].
Da sich meine Arbeit hier mit der Resistenz gegenüber Streptomycin und Sulfonamiden beschäftigt, soll auf die, diesen Resistenzen zugrunde liegenden Mechanismen, im Folgenden näher eingegangen werden.
Die Gruppe der Aminoglykosid-Antibiotika stellt eine Reihe von basischen Oligosacchariden dar, zu denen auch das Trisaccharid Streptomycin ebenso wie Spectinomycin gehören. Streptomycine zeigen verschiedene Wirkungen auf die Protein-Biosynthese: Sie verursachen Fehlablesungen an der mRNA und hemmen ähnlich wie andere Aminoglycosid-Antibiotika die Protein-Biosynthese durch Anlagerung an der 30S-Untereinheit von 70S-Ribosomen, was die Initiierung der Translation stört und den gesamten Prozeß verlangsamt. Unter Streptomycin-Einfluß werden Nucleinsäuren als Matrize benutzt, die sonst nicht abgelesen werden könnten, es kommt zur Bildung von Nonsens-Proteinen. Es sind drei verschiedene Enzymtypen bekannt, welche durch unterschiedliche Modifikationsreaktionen zum Wirkungsverlust des Antibiotikums führen können [Weppelmann G., 1980; Falbe J. u. Regitz M., 1992]:
1.) Eine Aminoglykosid-Acetyltransferase (AAC) überträgt den Acetylrest aus dem Acetyl- Coenzym A auf primäre Aminogruppen des Antibiotikums.
2.) Durch eine Aminoglycosid-Phosphotransferase (APH) werden Hydroxylgruppen mit dem endständigen Phosphatrest aus ATP phosphoryliert.
3.) Eine Aminoglycosid-Adenyltransferase (AAD) adenyliert Hydroxylgruppen mit dem AMP-Rest aus ATP. Die Klassifizierung der Transferasen erfolgt nach der Art der chemischen Modifikation der Substituenten und der Numerierung des C-Atoms, an dem sich der Substituent befindet, sowie aufgrund ihrer Substratspektren. Anhand dieser Charakteristika lassen sich bislang 11 verschiedene Phosphotransferasen, 6 Adenyltransferasen und 15 Acetyltransferasen unterscheiden (Abb.1) [Shaw et al., 1993]. Streptomycin kann jedoch aus sterischen Gründen im Gegensatz zu allen anderen Aminoglykosiden nicht durch Acetylierung modifiziert werden [Weppelmann G., 1980].
